Midori Green Advance

FAQ

Puis-je utiliser Midori Green Advance (MGA) pour une électrophorèse en champ pulsé (PFGE) ? Normallement je fais du poststaining avec de l’EtBr.

Un protocole de poststaining avec MGA est disponible dans la section protocole.

Avez-vous des détails sur l’élimination du MGA après utilisation ? Je comprends que la molécule est sensible à la lumière, je me demandais si le gel contenant du MGA pouvait être jeté après avoir été exposé à la lumière ?

MGA est non toxique, vous pouvez le jeter avec les déchets chimiques de laboratoire. L’émissivité du MGA sera détruite par la lumière, mais cela ne signifie pas que la structure chimique sera modifiée. Mais il n’est pas nécessaire de détruire la molécule car elle n’est en aucun cas nocive. C’est le gros avantage par rapport au bromure d’éthidium – qu’il n’y ai aucune élimination spécifique nécessaire.

Pourquoi MGA et MGD ne peuvent-ils pas être utilisés de la même manière ?

Les structures chimiques sont complètement différentes. Nous avons testé l’utilisation du Midori Green Direct (MGD) en tant que MGA et inversement, et nous ne pouvons pas recommander de les utiliser de la même manière. Lorsque vous essayez d’utiliser le MGD en tant que MGA, vous avez besoin de beaucoup de MGD et d’échelle ADN pour obtenir des bandes visibles. Les échantillons de faible concentration pourraient donc ne être détectés. Le MGD a été conçu pour être ajouté à l’échantillon et est beaucoup moins concentré que le MGA. Il n’est donc pas rentable d’utiliser le MGD à la place du MGA car vous aurez besoin d’une quantité 10 fois supérieure dans le gel pour pouvoir observer des bandes. Lorsque vous essayez d’utiliser le MGA en tant que MGD, cela pose également être problématique car le MGA est trop concentré et migre dans la direction opposée. J’ai essayé de réduire la concentration de MGA, mais dans ce cas vous ne voyez que quelques bandes qui sont très faibles, et ceci quelle que soit la dilution utilisée. En résumé, les deux colorants sont conçus (avec une formule structurelle différente) et optimisés pour différentes utilisations (in-gel et en l’ajoutant dans un échantillon) et il n’est pas recommandé d’essayer de les utiliser autrement.

Quelle est la différence entre le MGA et le MGD, et à quel point ces colorants sont-ils stables ?

La principale différence est que MGA est destiné aux utilisations in-gel et poststaining (donc utilisé comme le bromure d’éthidium) alors que MGD est ajouté directement à l’échantillon. En fonction du système de documentation, nous vous recommandons d’utiliser l’un ou l’autre, mais vous pouvez utiliser les deux pour chaque type d’illuminateur (UV 302, 365 nm, illuminateur à LED Bleue et transilluminateur à LED Bleu/Vert) – seul le rendement peut être augmenté à un niveau optimal. Par exemple, nous recommandons d’utiliser le MGA si l’utilisateur dispose d’un transilluminateur UV, car les résultats obtenus sont fantastiques avec ce colorant. Vous obtenez également une performance vraiment exceptionnelle avec nos instruments à LED Bleu/Vert et le MGD – pas de bruit de fond et un signal intense. Les deux colorants étant stables à température ambiante, leur expédition à température ambiante ne pose pas de problème, mais nous vous recommandons de les stocker à 4 °C.

Est-ce que le MGA et le MGD fonctionnent avec les gels d’agarose et d’acrylamide ?

Nos clients nous ayant fait des retours, il semblerait que le MGD et MGA (poststaining) fonctionnent avec des gels d’acrylamide mais ils ont initialement été conçus pour les gels d’agarose.

J’ai stocké le MGA à -20 °C pendant 6 jours, puis-je encore l’utiliser ?

La congélation détruit la fonctionnalité du MGA. Vous pouvez toujours essayer mais de notre expérience, le colorant perd de son illumination après congélation et vous risquez fortement de ne rien voir.

J’utilise le MGA en gels d’agarose, pourquoi les petites bandes sont invisibles quand je fais migrer le gel pendant 35 minutes et que recommandez-vous ?

Midori Green Advance est chargé positivement et migre dans la direction opposée de l’ADN, donc le gel se décolore par le bas. Pour voir des petites bandes vous pouvez réduire le temps de migration à 25 minutes. Si vous voulez un temps de migration plus long, vous pouvez faire du poststaining. Vous pouvez aussi utiliser la coloration in-gel et ensuite faire un peu de poststaining, ou vous pouvez uniquement utiliser le poststaining sans la coloration in-gel. Dans tous les cas, le gel sera coloré et vous pourrez observer les bandes de bas poids moléculaire. Vous pouvez également utiliser MGD au lieu de MGA. Ce colorant est ajouté à l’ADN, donc toutes les bandes seront colorées peu importe le temps de migration. Un autre avantage est l’absence de bruit de fond. particulièrement, si vous utiliser notre technologie de lumière LED Bleu/Vert à la place des UV, vous aurez des résultats incroyables.

Sur le fiche de données du Midori Green Advance, il est écrit que la solution de poststaining peut être utilisée 2 à 3 fois. Pendant combien de temps peut-on utiliser la solution de poststaining sans perdre trop de sensibilité ?

Nous avons effectivement des clients qui l’utilisent plus que 2-3 fois. Si le bain de coloration est à l’abri de la lumière tout le temps, vous pouvez l’utiliser 2-3 fois sans réduction de l’intensité du signal. Mais il est également possible de l’utiliser 5-8 fois sans perte d’intensité, dépendant de la taille du gel et de la quantité d’échantillons. Si vous détectez une perte d’intensité, vous pouvez ajouter un petit peu de MGA pour retrouver un signal aussi bon qu’avant.

Puis-je utiliser le MGA une fois la date d’expiration passée ?

Oui vous pouvez. La date d’expiration est juste la date limite où nous vous garantissons le produit, mais en général il dur beaucoup plus longtemps.

J’obtiens des bandes additionnelles après l’utilisation du MGA, est-ce normal ?

C’est possible si vous utilisez du SDS dans le tampon de charge.

Est-il possible d’utiliser Midori Green dans un gel de Polyacrylamide/Urée ?

Cela fonctionne très bien.

Est-ce que le Midori fonctionne avec des gels d’Urée/Formamide ?

Malheureusement cela ne fonctionne pas, à cause du Formamide. Les gels d’urée fonctionnent.

Le Midori Green contient-il du DMSO ?

Nos Midori Green ne contiennent pas de DMSO.

Puis-je utiliser des échelles ADN contenant de l’Orange G, du Bleu de bromophénol ou du Xylène cyanol FF avec MGA ?

Oui vous pouvez. Ils ne causent pas de problèmes, mis à part le Bleu de bromophénol qui peut réduire l’intensité du signal ou entrainer la formation de nuages dans le gel.

Puis-je ajouter MGA au tampon de migration pour réduire la décoloration du gel ? Si oui, quelle est la quantité que à ajouter ?

Oui vous pouvez ajouter MGA au tampon de migration, de l’ordre de 8 µL pour 100 mL de tampon.

Puis-je utiliser le MGA dans des expériences ultérieures, comme les southern blot ?

Nos clients nous rapportent que le colorant n’interfère pas avec les protocoles standards de Southern. Nous ne l’avons pas testé nous-même, comme il n’y a pas de signe d’une interférence du colorant avec la migration du gel ou sa documentation. Le seul problème (relié indirectement) est qu’aucune comparaison ne peut être établie entre des premières expériences de Southern-blots colorés in-gel (pendant l’électrophorèse) avec de l’EtBr et des expériences complémentaires utilisant du MGA, comme les pattern de migration des gels ne sont pas directement comparables entre ces deux colorants (si utilisés in-gel). Pour toute coloration post-migration et expériences ultérieurs, il n’y a pas de problème connu.

Le Midori Green Advance peut-il être utilisé en gels de Formaldéhyde dénaturants pour séparer l’ARN ?

Oui, il peut être utilisé.

Nous avons séparé de l’ARN total dans un gel 1 % Formaldéhyde avec du tampon TAE, avec les deux méthodes In-gel staining et poststaining. Dans chaque cas, 5 µL de MGA a été utilisé pour 100 mL de tampon. Le poststaining a été réalisé à température ambiante pendant 1 heure.

La concentration minimale d’ARN devrait être au moins de 250 ng par ligne. La concentration optimale de travail est de 500 ng.